MALDI-Imaging Massenspektrometer

Das MALDI-Imaging Massenspektrometer bei uns am Institut (© Max-Planck-Institut für Marine Mikrobiologie/ K. Matthes)
Das MALDI-Imaging Massenspektrometer bei uns am Institut (© Max-Planck-Institut für Marine Mikrobiologie/ K. Matthes)

Was ist ein MALDI-Imaging Massenspektrometer?

Bei MALDI-Imaging Massenspektrometrie handelt es sich um eine bildgebende Methode zur Analyse chemischer Verbindungen und deren räumlicher Verteilung in einer Probe. Die Abkürzung MALDI bedeutet übersetzt Matrix-unterstützte Laser-Desorption/Ionisation. Man kann damit erkennen, an welcher Stelle sich bestimmte Verbindungen in einer Probe befinden. So ist nicht nur sichtbar, welche Zucker und/oder Fette beispielsweise in einer Muschel enthalten sind, sondern auch, wo sie in der Muschel vorhanden sind. Wissenschaftlerinnen und Wissenschaftler können mit diesen Informationen Rückschlüsse darauf ziehen, wie der Stoffwechsel der Muschel funktioniert.

Der Vorteil gegenüber einem Massenspektrometer verbunden mit einem Gas- oder Flüssigchromatographen besteht in dieser zusätzlichen örtlichen Information. Um diese chemischen Bilder zu erzeugen scannt ein Laser der MALDI-Quelle die biologische Probe in einem Raster von bis zu zehn Mikrometer – also zehnmal dünner als ein menschliches Haar. So können sehr feine Details und Strukturen, wie zum Beispiel einzelne Tierzellen, sichtbar gemacht werden. Da jeder Rasterpunkt circa eine Sekunde Messzeit benötigt, können Messungen von weniger Quadratmillimetern bei hoher Auflösung mehrere Tage dauern. Das bedeutet, dass nicht die ganze Muschel gemessen werden kann, sondern nur Teile, zum Beispiel die Kiemen.

Wie funktioniert das MALDI-Imaging Massenspektrometer?

Zunächst wird das biologische Material für die Messung so vorbereitet, dass sowohl die Gewebestruktur, als auch die räumliche Verteilung der chemischen Verbindungen im Gewebe intakt bleibt. Dazu wird mit flüssigem Stickstoff schockgefrorenes Gewebe in ein Trägermaterial eingebettet. Anschließend wird es gefroren in einem Cryotom bei -25 Grad Celsius in zehn Mikrometer dünne Schnitte geschnitten und glatt auf einem Objektträger aufgebracht. Um die Struktur des Gewebeschnittes festzuhalten, wird ein Foto mit einem Licht-Mikroskop gemacht. Anschließend wird mit einem Airbrush-artigem Sprayer eine Matrixlösung aufgebracht. Die Matrix dringt in die oberste Schicht des Gewebes ein, kristallisiert beim Trocknen und schließt die chemischen Verbindungn (wie Zucker, Eiweiß oder Fettsäuren) in feine Kristalle ein. Dabei gilt: Je feiner die Kristalle, desto genauer im Anschluss das Messergebnis.

Während der Messung schießt ein fokussierter Laser auf die Gewebeprobe und rastert eine bestimmte Fläche (zum Beispiel 100 x 100 Mikrometer) mit einer Rasterweite von zehn Mikrometern ab. Das heißt, der Laser schießt alle zehn Mikrometer auf das Gewebe. Mit jedem Schuss werden die Analyten herausgelöst (Desoption) und erhalten in der MALDI-Quelle eine positive Ladung (Ionisation), die von den Matrixmolekülen übertragen wird. Die geladenen Ionen werden in der Orbitrap, einem Ionenfallen-Massendetektor, nach ihrem Masse-zu-Ladung-Verhältnis sortiert und detektiert. Das Ergebnis des gemessenen Areals wird in einem Bild zusammengefasst, welches in 10x10 Mikrometer große Pixel unterteilt ist. Jedes dieser Pixel enthält in einem Spektrum die Information, welche verschiedenen Masse-zu-Ladung-Verhältnisse an dieser Stelle gemessen wurden. Mit dem Orbitrap-Massenspektrometer kann dieses Verhältnis sehr genau gemessen werden, bis vier Stellen nach dem Komma. Diese hohe Genauigkeit nennt man hochauflösende Massenspektrometrie. Man erhält so zu jedem Pixel ein Spektrum, das Rückschlüsse auf die elementare Zusammensetzung der chemischen Verbindungen zulässt und wichtige Informationen für die Strukturaufklärung liefert.

Sowohl die gemessenen Spektren als auch das dazugehörige Bild der örtlichen Verteilung kann man zusätzlich in Datenbanken laden. Dort erhält man noch weitere Informationen zu den Verbindungen und deren Vorkommen in verschiedenen Gewebetypen.

Der Laser am MALDI scannt eine Probe.  (© Max-Planck-Institut für Marine Mikrobiologie/ K. Matthes)
Der Laser am MALDI - hier violett leuchtend zu sehen - scannt eine Probe (© Max-Planck-Institut für Marine Mikrobiologie/ K. Matthes)
Der Massenspektrometer am MALDI (© Max-Planck-Institut für Marine Mikrobiologie/ K. Matthes)
Im Massenspektrometer wird die Masse der verschiedenen Stoffe der Probe ermittelt. (© Max-Planck-Institut für Marine Mikrobiologie/ K. Matthes)

Das MALDI-Imaging Massenspektrometer im Einsatz

Die Metabolitenverteilungen als Heatmap (oberer linker Teil der Abbildung): je heller die Farbe, desto höher die Konzentration der Metabolite (Mikroskopie-MSI-Nachbildung zur Veranschaulichung). Die untere rechte Seite des Bildes zeigt mikroskopische Details der Mikroben (in Rot und Grün) und der Muschelzellkerne (Cyan). (© Max-Planck-Institut für Marine Mikrobiologie, B. Geier)
Die Metabolitenverteilungen als Heatmap (linker Teil der Abb.): je heller die Farbe, desto höher die Konzentration der Metabolite (Mikroskopie-MSI-Nachbildung zur Veranschaulichung). Die rechte Seite des Bildes zeigt mikroskopische Details der Mikroben (in Rot und Grün) und der Muschelzellkerne (Cyan). (© Max-Planck-Institut für Marine Mikrobiologie, B. Geier)
Schnappschuss von Molekülen in einer Tiefsee-Symbiose

Ein Team von For­schen­den um Be­ne­dikt Gei­er und Ma­nu­el Lie­be­ke vom Bre­mer Max-Planck-In­sti­tut für Ma­ri­ne Mi­kro­bio­lo­gie ha­ben eine Me­tho­de ent­wi­ckelt, mit der man ein­zel­ne Bak­te­ri­en iden­ti­fi­zie­ren und gleich­zei­tig er­ken­nen kann, wel­che Zwischenprodukte des Stoffwechsels in der Zel­le vor­han­den sind. Mit der neu­en Me­tho­de er­for­schen sie, wie Bak­te­ri­en als sym­bio­ti­sche Un­ter­mie­ter in Tief­see­mu­scheln woh­nen und über­le­ben. Lie­be­ke und sein Team ana­ly­sier­ten Hun­der­te von Stoff­wech­sel­pro­duk­ten auf ei­ner Flä­che klei­ner als ein Qua­drat­mil­li­me­ter und nutzen dafür das MALDI-Massenspektrometer. So kön­nen sie er­ken­nen, wie sym­bio­ti­sche Mi­kro­ben in ih­rem Wirt le­ben und auf chemischer Ebene interagieren. Sie ma­chen qua­si ei­nen Schnapp­schuss der Bak­te­ri­en bei der Ar­beit – so, wie sie in ih­rer na­tür­li­chen Um­welt, in die­sem Fall in­ner­halb ei­ner tieri­schen Zel­le, ak­tiv sind.

Kor­rek­te Schluss­fol­ge­run­gen aus den Bil­dern sind aber nur mög­lich, wenn auch be­kannt ist, wer sie er­zeugt oder nutzt. Um die­ses Pro­blem zu lö­sen, nutz­ten die For­schen­den zu­sätz­lich eine wei­te­re Me­tho­de, die so­ge­nann­te Fluo­res­zenz in situ Hy­bri­di­sie­rung oder kurz FISH, um ein­zel­ne Bak­te­ri­en­zel­len in der je­wei­li­gen Pro­be zu iden­ti­fi­zie­ren. Durch die Kom­bi­na­ti­on mit FISH kön­nen sie MAL­DI- Bil­der nun sinn­voll er­klä­ren und den Bak­te­ri­en im Mu­schel­ge­we­be zu­ord­nen.

 

Mehr Informationen dazu gibt es in der Pressemitteilung „Das ge­hei­me Le­ben der Mi­kro­ben: Schnapp­schuss von Mo­le­kü­len in ei­ner Tief­see­sym­bio­se“

 

Artikel in der Fachzeitschrift Biospektrum: "Die chemische Sprache von Symbiosen sichtbar machen"

 

Für die­se in­no­va­ti­ve Me­tho­de er­hielt Be­ne­dikt Gei­er den MSI Award, der all­jähr­lich für her­aus­ra­gen­de wis­sen­schaft­li­che Ar­bei­ten mit­hil­fe bild­ge­ben­der Ver­fah­ren mit ei­nem Mas­sen­spek­tro­me­ter ver­lie­hen wird. Lesen Sie mehr dazu hier.

Querschnitt einer Seegraswurzel (© Max-Planck-Institut für Marine Mikrobiologie, J. Beckmann)
Metaboliten Verteilung in einer Seegraswurzel (im Querschnitt). Es handelt sich um zwei Bilder aufgenommen mit dem MALDI-MSI, die übereinandergelegt sind. Die lila Verteilung zeigt an wo das Lipid mit der Masse 688 vorkommt. Wir haben es als ein 'Phosphocholine' identifiziert. Die blaue Verteilung ist von der Masse 190 und ist uns unbekannt 'unknown'. (© Max-Planck-Institut für Marine Mikrobiologie, J. Beckmann)
Seegraswurzeln

Das Erzeugen von Bildern für einzelne chemische Verbindungen klappt nicht nur mit tierischem Gewebe sondern funktioniert auch mit Pflanzen. Ein Beispiel aus unserer Forschung sind Seegräser. Hier dargestellt ist der Querschnitt durch eine Seegraswurzel und wie dort bestimmte chemische Verbindungen verteilt sind. Zum einen sieht man Stoffe die nur außen um die Wurzel vorkommen und damit direkt mit dem Sediment interagieren, andere Verbindungen kommen nur im Inneren der Wurzel vor und man kann sich vorstellen das dies zum Beispiel Speicherstoffe wie Lipide sind.

Wer nutzt das MALDI-Imaging Massenspektrometer?

Das MALDI-Imaging Massenspektrometer wird zumeist von der Gruppe Metabolische Interaktionen der Abteilung Symbiose verwendet. Aber auch andere Forschende des Instituts und GastwissenschaftlerInnnen haben die Möglichkeit, das Gerät bei Bedarf zu nutzen. Denn durch eine fachübergreifende Zusammenarbeit mehrerer Arbeitsgruppen ergeben sich spannende Projekte, von denen alle Beteiligten lernen können.

Kontakt

Gruppenleiter

Forschungsgruppe Metabolische Interaktionen

Dr. Manuel Liebeke

MPI für Marine Mikrobiologie
Celsiusstr. 1
D-28359 Bremen

Raum: 

3244

Telefon: 

+49 421 2028-8220

Dr. Manuel Liebeke

Technische Angestellte

Forschungsgruppe Biogeochemie

Janine Beckmann

MPI für Marine Mikrobiologie
Celsiusstr. 1
D-28359 Bremen

Raum: 

2506

Telefon: 

+49 421 2028-6403

Janine Beckmann
 
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